天然高分子材料果胶存在于高等植物的初级细胞壁和细胞间区域。它是一种具有生物医学活性的多糖，具有抗肿瘤、调节免疫、降低胆固醇、促进益生菌生长从而增强肠道健康等作用，被广泛运用于医药领域[1]。由于果胶所含化学成分和表面官能团，可以形成水凝胶、薄膜、微球等，在药物递送方面具有巨大的应用潜力[2]。柠檬果胶是一种从柠檬皮中提取的天然产物，没有毒性，安全可靠，广泛应用于食品工业。在医药领域方面，柠檬果胶可以激活免疫细胞，并通过调节免疫因子的分泌，在免疫系统中发挥作用，维持机体的稳态；有研究表明果胶能降低小鼠结肠炎的严重程度，其中改性柑橘果胶通过抑制丝裂原活化蛋白激酶信号通路抑制几乎所有的癌细胞，在减少结肠癌和乳腺癌等恶性肿瘤的发展和扩散方面具有很高的功效[3]。

鼠李糖乳杆菌（Lactobacillus rhamnosus GG,LGG）具有高耐酸性、高耐胆汁性、强黏附力、良好的生长特性，是目前广泛研究的益生菌菌株之一。LGG能治疗小儿腹泻[4]和抑制肠道肿瘤的形成[5]。除此之外LGG的分泌蛋白可以抑制细胞因子诱导的细胞凋亡，从而促进肠上皮细胞的存活，并通过分泌细胞外囊泡调节结肠炎小鼠的肠道微生物群并减轻炎症[6]。现有大量研究已证明益生菌在肠道微生态平衡的调节及某些疾病的预防和治疗中发挥重要作用，各种益生菌及其分泌物能显著降低葡聚糖硫酸钠（dextran sulfate sodium,DSS）诱导结肠炎小鼠的体质量变化、疾病活动指数（disease activity index,DAI）评分，减轻由DSS处理导致的巨噬细胞浸润[7]。为达到一定益生功能，保证益生菌产品在胃肠道运输过程中益生菌的活性，常用微囊化技术将益生菌固定在囊材中，降低益生菌在胃液中的损耗，提高在肠道中的有效释放量。

在对溃疡性结肠炎（ulcerative colitis,UC）致病机制的研究中，肠道微生物群的变化、环境触发因素、免疫反应的失调和遗传易感性是UC致病的关键因素[8]。当今全球UC发病率逐渐升高，且呈现低龄化趋势。目前传统药物治疗效果有限，且对UC发病机制的认识仍较为模糊。以往的研究表明，肠道微生物干预疗法显示出较好的安全性和效果，能够改善UC患者的炎症标志物水平和症状[9]。

使用柠檬果胶作为囊材包裹LGG可能会起到协同增效的作用，降低DSS诱导的小鼠结肠炎的炎症水平，调节肠道屏障功能，恢复肠道菌群。因此，本研究的主要目标是制备柠檬果胶包埋的LGG微球（LGG@LPM）并对其进行表征，通过检测炎症因子水平、肠道菌群、短链脂肪酸（short-chain fatty acids,SCFAs）探究LGG@LPM对DSS诱导的小鼠结肠炎的防治作用。

1、材料与方法

1.1 动物、材料与试剂

C57BL/6J小鼠（雄性）120只，6周龄，体质量18～20 g，购自斯贝福（北京）生物技术有限公司。常温环境饲养（温度（25±2）℃、相对湿度40%～60%),12 h明暗交替，动物自由饮水、摄食。适应性喂养1周。

柠檬残渣四川省安岳县现代农业产业园；LGG山东中科嘉亿生物工程有限公司；5-氨基水杨酸（mesalamine,Mes）上海麦克林生化科技股份有限公司；DSS(36 000～50 000 Da）汉邦环宇多糖生物科技（河源）有限公司；便隐血试剂珠海贝索生物技术有限公司；酶联免疫吸附测定（enzyme-linked immunosorbent assay,ELISA）试剂盒上海酶联生物科技有限公司；其他化学品（均为分析纯）四川西陇化工有限公司。

1.2 仪器与设备

Lyalab-3000真空冷冻干燥机宁波市双嘉仪器有限公司；BS-2F全温振荡培养箱常州金坛精达仪器制造有限公司；xiande-3000A旋转蒸发仪上海贤德实验仪器有限公司；SH-3SA磁力搅拌器北京市永光明医疗仪器有限公司；Multiskan FC酶标仪赛默飞世尔科技（上海）有限公司；GCMS-QP2010气相色谱-质谱（gas chromatography-mass spectrometry,GC-MS）仪日本岛津公司。

1.3 方法

1.3.1 LGG@LPM制备及结构表征

柠檬残渣按照1∶25(g/mL）的料液比在90℃水中煮120 min，用盐酸调节pH值至2.0，抽滤旋蒸后，将体积分数95%乙醇溶液加入上述滤液中并用玻璃棒不断搅拌至果胶成海绵状沉淀大量析出，停止搅拌，用体积分数75%乙醇溶液洗涤沉淀2～3次。将果胶放入55℃电热恒温鼓风干燥箱中烘干得到成品果胶。

果胶提取完成后，进行生物相容性实验。分别配制含不同浓度（0.2、0.25、0.3 mol/L)Ca Cl2的液体MRS培养基、含不同质量分数（3.0%、3.5%、4.0%）的柠檬果胶液体MRS培养基。均按1%的接种量接种LGG,37℃静置培养，每2 h取出300μL培养液在600 nm波长处测定OD值。

分别在磁力搅拌器内加入不同质量分数（2.5%、3.0%、3.5%）的果胶溶液，3 5℃、3 0 0 r/m i n搅拌5 min，按照文献[10-11]所述方法制备微球，在10 mL果胶液中加入准备好的菌泥液2 L，使果胶菌液浓度达到（9.72±0.10)(lg(CFU/mL））。随后加入乳糖1 g、甘油10 mL、食用油40 mL和总溶液体积2%的Tween 80。配制与上述混合液同体积的0.2 mol/L CaCl2溶液，将CaCl2溶液缓慢倒入正在搅拌的果胶混合液中进行磁力搅拌，静置10 min待微球沉淀。

将沉淀好的微球液离心除去上层液体与油脂后，冻干，计算冻干存活率。同时取冻干后微球利用扫描电子显微镜（scanning electron microscope,SEM）观察形貌。精密取0.100 0 g微球，置于10 mL柠檬酸三钠溶液中（0.1 mol/L,pH 7.2），加入50 mg果胶酶，室温（（25±1）℃）120 r/min振荡10 min后，用血球计数法分析悬浮液中游离菌总数进行包埋率测定。

取2.0 g NaCl、3.0 g胃蛋白酶（每毫克含800～2 500个活力单位）、7.0 mL HCl溶液，加水溶解至1 000 mL，使最终pH值为1.5，即得模拟胃液（simulated gastric fluid,SGF）。设置不同果胶质量分数（2.5%、3.0%、3.5%）、CaCl2浓度（0.2、0.25、0.3 mol/L）、辅料质量配比（m（果胶）∶m（乳糖）∶m（甘油）=3∶5∶3、3∶8∶3、3∶10∶3）测定微球在SGF中的稳定性，每隔30 min利用血球计数法分析悬浮液中游离释放菌总数。取磷酸二氢钾6.8 g，加250 mL水溶解，再加入77 mL 0.2 mol/L NaOH溶液、500 mL水和10 g胰酶，用0.2 mol/L NaOH溶液或0.2 mol/L HCl溶液调节pH值至6.8±0.1，再加水定容至1 000 mL，即得模拟肠液（simulated intestinal fluid,SIF）。同SGF稳定性测定实验，设置不同果胶质量分数、Ca Cl2浓度、辅料质量配比测定微球在人工肠液中的稳定性，每30 min利用血球计数法分析悬浮液中游离释放菌的总数。

1.3.2 动物实验设计

经适应性喂养7 d后，将小鼠随机分为8组，分别为空白组（记为NC组）、模型组（记为DSS组）、低剂量组（记为LD组）、中剂量组（记为MD组）、高剂量组（记为HD组）、果胶组、LGG组、阳性对照组（记为Mes组）。连续灌胃14 d，其中NC组每日给予生理盐水0.5 mL，低LD组给予LGG@LPM 120 mg/kg mb,MD组给予LGG@LPM 240 mg/kg mb,HD组给予LGG@LPM360 mg/kg mb，果胶组给予果胶240 mg/kg mb,LGG组给予菌泥240 mg/kg mb,Mes组给予Mes 100 mg/kg mb。依照上述方式给药7 d后，除NC组外给予其他组含质量分数4%DSS的饮用水7 d，同时上述给药方式不变。

在第8天采集新鲜粪便标本，立即用液氮冷冻，-80℃保存。处死小鼠并进行剖检，对小鼠进行眼球采血，采集得到的血液3 000 r/min离心15 min，得到血清，待后续检测。采集小鼠结肠肠段，测量结肠长度并记录，冰浴磷酸盐缓冲液（phosphate buffered saline,PBS）冲洗结肠组织，吸尽水分后用电子天平称质量并记录。测量完成后，将近端组织按需截断放入液氮中保存，用于后续组织学检测。采集盲肠内容物，待后续检测。

1.3.3 动物整体情况观察及DAI评分

从给药第0天开始，记录动物每天的体质量、食物消耗量和饮水情况，并从造模第1天开始对粪便进行观察和对粪便潜血进行检测，并进行宏观评分，评分标准如表1所示[12]。

表1 DAI评分标准

Table 1 DAI scoring criteria

1.3.4 结肠组织病理学观察

对己用4%多聚甲醛固定好的结肠组织进行脱水、透明、透蜡、包埋、制片，用伊红和苏木素染色，进行组织学活动指数（histology activity index,HAI）评分。评分标准如表2所示。

表2 动物结肠组织表观评分标准

1.3.5 ELISA检测炎症因子和脂多糖的含量

取1.3.2节采集所得结肠肠段组织，加入含蛋白酶抑制剂的PBS碾碎后，3 000 r/min离心20 min，取上清液，分别按照肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor alpha,TNF-α）、白细胞介素-1β(interleukin-1β,IL-1β）、白细胞介素-6(interleukin-6,IL-6）试剂盒说明书操作，测定炎症因子含量。取1.3.2节离心后的血清，按照脂多糖（lipopolysaccharides,LPS）试剂盒的使用说明书测定LPS含量。

1.3.6 结肠损伤程度与氧化应激相关指标的测定

取结肠组织20μg放置于培养皿（冰上）立即剪碎，与冷藏在4℃的生理盐水按照1∶9（μg/mL）料液比混合。用研磨机粉碎后，3 000 r/min离心10 min，取上清液，严格按照试剂盒操作说明书检测结肠组织中过氧化氢酶（catalase,CAT）、超氧化物歧化酶（superoxide dismutase,SOD）的活力。

1.3.7 肠道SCFAs的测定

配制标准储备液：准确称取0.91 g乙酸、0.37 g丙酸、0.176 5 g丁酸和异丁酸、0.198 5 g戊酸和异戊酸溶于超纯水定容至100 mL。随后取5个EP管，分别加入1.0、0.8、0.6、0.4、0.2 mL混合标准液，再分别加入0、0.2、0.4、0.6、0.8 mL超纯水配制标准中间液，每个管加入0.2 mL 0.25 g/m L偏磷酸溶液、80μL 210 mmol/L巴豆酸溶液，混匀，12 000 r/min离心10 min，取上清液0.1 mL加入0.9 mL甲醇，混匀后经0.22μm有机滤膜过滤后待用。

取1.3.2节的盲肠内容物加入蒸馏水稀释为0.4 mg/μL，静置30 min后，5 000 r/min离心10 min；吸取上清液400μL，加入0.25 g/mL偏磷酸溶液80μL、210 mmol/L巴豆酸溶液6.08μL，混匀后4℃放置孵育30 min,12 000 r/min离心10 min；取300μL上清液加入300μL甲醇溶液，10 000 r/min离心10 min，取上清液用0.22μm滤膜过滤至EP管备用。使用GC-MS测定肠道SCFAs的含量。

1.3.8 肠道菌群检测

取1.3.2节冷冻保存的150 mg粪便由上海派森诺生物科技股份有限公司进行分析，采用十二烷基硫酸钠法对样本的基因组DNA进行提取，利用QIAamp DNA Stool Mini Kit从粪便样本中提取微生物基因组DNA，利用琼脂糖凝胶电泳检测DNA的纯度和浓度。取适量的样本DNA用无菌水稀释样本至1 ng/μL。根据测序区域的选择进行聚合酶链式反应（polymerase chain reaction,PCR），确保扩增效率和准确性。从粪便基因组中扩增出16S rRNA的V3～V4区。PCR扩增产物使用2%琼脂糖凝胶进行电泳检测；对检测合格的PCR产物进行磁珠纯化，采用酶标仪定量，根据PCR产物浓度进行等量混样，充分混匀后使用2%的琼脂糖凝胶电泳检测PCR产物。并用Illumina NovaSeq/MiSeq和PacBio Sequel II对其进行进一步测序和研究，利用上海派森诺生物科技股份有限公司的GenesCloud平台进行后续分析。

1.4 数据统计与分析

使用SPSS 26软件对数据进行单因素方差分析和LSD检验。通过pheatmap软件包（V1.0.8）进行Spearman分析。对于肠道微生物组的数据，采用GenesCloud平台进行分析和绘图。主坐标分析（principal co-ordinates analysis,PCoA）图通过加权UniFrac距离分析得到。Graphpad Prism 6.0软件用于统计学分析和作图。

2、结果与分析

2.1 LGG@LPM微球分析

如图1A所示，与用普通MRS肉汤培养的LGG相比，添加不同浓度CaCl2溶液的MRS肉汤中培养的LGG生长受到抑制，最终细菌浓度显著降低（P<0.05），且LGG生长受到抑制的程度与所添加CaCl2的浓度明显呈正相关。如图1B所示，在添加质量分数3.5%柠檬果胶的MRS肉汤中，LGG的生长速率加快，几乎呈线性增长，其在细菌生长稳定期则与未添加柠檬果胶组无显著差异。如图1C所示，在质量分数0.75%及1.5%柠檬果胶的肉汤中大肠杆菌的生长速率得到提升，最终其菌量与未添加柠檬果胶组无显著差异。而柠檬果胶质量分数更高（3.0%）组的大肠杆菌生长则受到抑制，其生长速率降低且最终菌量显著减少。如图1D、F所示，冷冻干燥后的微球外部形态皱缩，这可能是由于冷冻干燥过程中的低温或在升华过程中具有显著改变微球表面拓扑结构的力，使其显示出了626.43～716.93µm的不同尺寸。

图1 LGG@LPM的相关表征

选择合适的柠檬果胶质量分数与Ca2+离子强度配比，对益生菌进行包埋，在冷冻干燥过程中Ca2+会逐渐浓缩，未经保护的益生菌在此过程中会出现细胞壁破裂而导致存活率为0%[13]。如表3所示，单独使用柠檬果胶对益生菌的包埋率为65.08%～71.25%，且在冻干后仍能保持84.75%的存活率，说明果胶可隔离Ca2+从而对益生菌起到一定的保护作用。由于果胶分子结构的特殊性，且在人体的消化道中没有直接破坏果胶糖苷键的酶[14]，同时果胶作为良好的微球骨架材料，很容易被肠道微生物群产生的果胶酶消化[15]，在SGF中经过2 h消化仍能控制释放率在16.46%～21.58%（表4），且微球中的益生菌从胃转移到肠道的最终存活量超过109CFU/g，在SIF中的释放率为74.65%～76.51%。以上结果表明，LGG@LPM在酸性环境中无显著溶胀，维持了微球形态以阻止益生菌的释放及胃液的渗入，使其能够在肠道中释放包埋的益生菌。

表3 LGG在微球中的包埋率

表4 SGF、SIF中细菌的释放量

2.2 LGG@LPM对DSS诱导小鼠结肠炎的保护作用

为评价LGG@LPM对结肠炎小鼠的保护作用，在DSS干预期间每天监测并记录小鼠的体质量和DAI。DAI评分是评估UC发生程度的重要指标。如图2A所示，相较于DSS组，LGG@LPM治疗组改善了小鼠粪便的出血情况。与NC组相比，DSS组结肠长度出现明显缩短（P<0.001），而给药后明显减弱了DSS诱导的结肠缩短程度，其中MD组、Mes组恢复结肠长度的效果最为明显（P<0.001）；当结肠炎发生时，结肠长度会显著缩短，结肠质量与长度的比值显著增加（图2B、C）。如图2D所示，相比于空白组，DSS组的小鼠体质量出现明显降低的趋势，而LGG@LPM缓解了DSS诱导的这一趋势，但无显著差异（P>0.05）。如图2E所示，与NC组相比，DSS组的DAI评分高度显著增加（P<0.001）；与DSS组相比，不同剂量的LGG@LPM和Mes显著降低了DAI评分。以上结果表明LGG@LPM对DSS诱导结肠炎小鼠的腹泻和便血情况有一定治疗作用，且作用效果比单用果胶和LGG的效果好。

图2 LGG@LPM对UC小鼠的保护作用

2.3 LGG@LPM对结肠炎小鼠结肠结构的影响

UC的发生会使结肠上皮细胞、黏膜屏障和上皮屏障受损[16]。通过对结肠组织进行苏木素-伊红染色，观察其组织病理变化发现，DSS处理后的小鼠正常肠道组织结构被明显破坏，杯状细胞减少，绒毛受损严重，炎症细胞显著增多，浸润并侵犯黏膜下层和肌肉层；与DSS组相比，各治疗组的绒毛长度、隐窝深度有所恢复（图3A～D),HAI评分显著降低（图3E）。说明LGG@LPM能缓解DSS诱导UC小鼠的病理组织损伤。

图3 LGG@LPM对结肠炎小鼠结肠结构的影响

2.4 LGG@LPM对DSS诱导UC小鼠炎症和氧化应激水平的影响

疾病的发展通常伴随着氧化应激与炎症，UC会导致结肠中促炎因子（如IL-1家族、TNF-α）水平的升高和抗氧化酶（如SOD、CAT）活性降低，而降低其炎症水平、提高抗氧化能力能够有效地减轻UC的病理进程[17-19]。同时，一些研究表明，LGG和植物多糖能够有效缓解UC和氧化应激水平[20-21]。如图4A～E所示，相比于DSS组，3个LGG@LPM剂量组的SOD、CAT均表现出更高的活性，同时促炎因子IL-1β、IL-6、TNF-α水平高度显著降低（P<0.001），且MD组的改善效果最为显著。与果胶组、LGG组相比，LGG@LPM展现出更好的抗炎能力。肠道屏障的受损会导致LPS的移位，有研究表明UC小鼠血清中的LPS含量显著升高，进而造成全身的低度炎症[22]。如图4F所示，DSS诱导后小鼠血清中LPS水平高度显著升高（P<0.001），而LGG@LPM灌胃后可以降低LPS水平，减轻LPS对机体的损伤，并且比单用果胶或LGG的缓解效果好。以上结果表明，LGG@LPM可以缓解UC小鼠的结肠炎症和氧化应激损伤，降低血清中的LPS水平，并且LGG@LPM较单用柠檬果胶或LGG治疗有着更为优秀的抗炎作用，说明LGG@LPM可以协同增效，对UC有着更好的防治作用，果胶的包裹使得LGG免受胃酸的侵蚀，能够顺利到达肠道发挥作用，同时在肠道中的果胶也可以被LGG和肠道菌群利用，发挥果胶的抗炎作用[23-24]。

图4 LGG@LPM减轻UC小鼠的炎症和氧化应激水平

2.5 LGG@LPM对结肠组织SCFAs水平的影响

SCFAs是肠道微生物群在肠道中产生的有机脂肪酸，被认为是结肠的主要能量来源。通过GC-MS检测小鼠盲肠内容物的SCFAs含量，如图5所示，含量最高的SCFAs为乙酸，DSS会使小鼠肠道SCFAs总体水平显著下降，各治疗组给药后小鼠肠道SCFAs总体水平均有所增加，其中LGG@LPM组效果最好，乙酸、丁酸含量的增加最为明显，这可能是由于果胶在结肠中被微生物产生的果胶酶降解，生成SCFAs并释放包埋的益生菌，果胶发酵的过程也会刺激益生菌的生长和SCFAs的大量增加[25]。

图5 LGG@LPM对结肠组织SCFAs水平的影响

2.6 LGG@LPM对肠道菌群的影响

果胶和LGG都能调节肠道微生物的组成，改善疾病引起的肠道菌群失衡[26-27]，推测LGG@LPM通过调节肠道菌群达到防治UC的作用，因此，基于2.4节中LGG@LPM对小鼠炎症因子及抗氧化酶水平的影响，选择对MD组小鼠粪便的菌群组成进行检测，探究LGG@LPM对肠道菌群的影响。Simpson指数可以反映菌落多样性。与NC组相比，DSS组的Simpson指数降低，LGG@LPM给药后有所恢复（图6A）。如图6B、C所示，3组的肠道菌群存在明显的差别，说明DSS和LGG@LPM对肠道菌群均有影响。图6D、E分别为属水平、种水平下菌群的相对丰度变化，与空白组相比，结肠炎小鼠的肠道菌群中Allobaculum、Akkermansia、Akkermansia muciniphila相对丰度增多；而与DSS组相比，LGG@LPM组的Allobaculum相对丰度增多，Akkermansia、Akkermansia muciniphila相对丰度减少。为了研究结肠炎小鼠肠道菌群的细菌组成，对所有样本的有效标签按操作分类单元（operational taxonomic unit,OTU)97%相似性进行聚类，然后对OTU序列进行注释。如图6F所示，NC、DSS、LGG@LPM组的OTU数分别为3 358、3 111、2 579，其中3组共有839个OTU。通过以上分析表明，LGG@LPM对肠道微生物群的多样性、丰富性和均一性具有保护和恢复作用。

对各组小鼠粪便菌群进行正交偏最小二乘判别分析（orthogonal partial least squares-discriminat analysis,OPLS-DA），结果如图6G、H所示。DSS组、NC组的肠道菌群在属水平和种水平上明显分离，造模后菌群发生一定程度的变化。LGG@LPM组和DSS组有重叠的部分，二者之间具有一定相似性，但LGG@LPM组和NC组样本点距离较近，表明LGG@LPM能一定程度上恢复肠道菌群组成。通过热图注释了属水平和种水平上UC小鼠的主要变化菌群，结果如图6I、J所示。属水平上，与NC组相比，DSS组的Mucispirillum、Oscillospira、Adler eutzia、Parabacteroides、[Ruminococcus]、Lactobacillus、Roseburia相对丰度减少，给药后Mucispirillum、Oscillospira、Odoribacter、Parabacteroides、Roseburia相对丰度增加，结果表明D S S造模后，小鼠肠道中的有益菌减少，给药后，LGG@LPM在一定程度上恢复了肠道有益菌的相对丰度。种水平上，与NC组相比，DSS组中Butyricicoccus pullicaecorum相对丰度降低，Gemmiger formicilis、Collinsella aerofaciens、Prevotella copri聚集，给药后，LGG@LPM组此类菌种相对丰度减少，一定程度减少了肠道中有害菌的丰度。随机森林分析依据菌种相对丰度从上到下体现菌种对模型的重要性依次递减，可认为这些重要性靠前的菌种是组间差异的标志菌种。如图6K所示，在属水平上相对丰度排名前5的菌属分别为Lactobacillus、Turicibacter、Prevotella、Roseburia、Sutterella。其中Lactobacillus经DSS诱导后相对丰度减少，Lactobacillus是一类在宿主的胃肠道中发挥免疫作用的有益菌，可以加强肠道屏障并保护免受潜在病原体的侵害。有研究表明，Lactobacillus具有预防或治疗某些炎症的潜力[28]。Roseburia为一类具有抗炎特性的菌属[29]，造模后其相对丰度减少，LGG@LPM给药后相对丰度有所上升，这表明DSS造模后，肠道有益菌的减少。如图6L所示，种水平相对丰度排名前5的菌种分别为Bifidobacterium animalis、Clostridium cocleatum、Bacteroides acidifaciens、[Ruminococcus]gnavus、Desulfovibrio C21＿c20。Bifidobacterium animalis有利于保持肠道微生物群的平衡健康，缓解肠道动力障碍相关疾病的症状[30]。与DSS组相比，Bifidobacterium animalis的相对丰度在LGG@LPM组中上升，这表明LGG@LPM在一定程度上恢复了有益菌的相对丰度。综上，DSS造模使小鼠肠道中的有益菌减少，LGG@LPM能在一定程度上减少有害菌的数量，增多肠道菌群中有益菌的数量。

图6 LGG@LPM对肠道菌群的影响

2.7 肠道菌群与炎症因子、抗氧化酶活性、SCFAs的相关性分析

为进一步探究肠道菌群与环境因子的相关性，使用Spearman相关性分析法分析肠道微生物群和小鼠炎症因子、抗氧化酶活性、SCFAs之间的相关性。对于促炎因子和抗氧化酶活性，属水平的Mucispirillum、Turicibacter和种水平的Mucispirillum schaedleri表现出最多的显著相关性（图7A、C）。而对于SCFAs而言，属水平的Lactobacillus、Mucispirillum、Helicobacter和种水平的Mucispirillum schaedleri表现出最多的显著正相关（图7B、D）。有研究表明Mucispirillum的相对丰度差异影响UC的发生，Mucispirillum已被证明可以产生SCFAs[31]，且Mucispirillum是一种黏膜驻留细菌，可以形成菌落膜，其中固有的黏膜驻留细菌可以通过抑制病原体与宿主黏膜之间的接触保护宿主[32],Mucispirillum也显示出与炎症因子的显著负相关[33],Mucispirillum（如Mucispirillum schaedleri）通过干扰病原体入侵和毒力因子表达预防鼠伤寒诱导的血清型结肠炎[34],LGG@LPM给药后，增加了Mucispirillum的相对丰度，这与Zhang Zheng等[35]的研究结果相似。

图7 肠道菌群与相关环境因子的相关性

3、结论

本研究开发了一种治疗UC的新材料，通过将LGG包埋在从柠檬残渣中提取的柠檬果胶中形成微球。这种方法不仅提高了LGG的存活率，还能在模拟胃肠环境中保持良好的益生菌活性。LGG@LPM在治疗UC方面显示出了显著的效果，相比于单独使用LGG或柠檬果胶，LGG@LPM能更有效地抑制炎症细胞因子的产生，提升抗氧化酶活性，并增强肠道屏障功能。深入探究其作用机制发现，LGG@LPM通过与肠道微生物群的相互作用，特别是通过增加Lactobacillus和Mucispirillum的相对丰度，从而提高SCFAs的水平，达到治疗效果。总地来说，本研究结果不仅提供了一种有效的UC治疗新方案，还促进了柠檬残渣这一废弃物料的再利用，具有一定的实用价值和环保意义。

参考文献:

[7]许莉敏.益生菌及其代谢产物缓解DSS诱导结肠炎[D].新乡:新乡医学院, 2022:1-2.

基金资助:四川省大学生创新训练项目(S202310626031); 国家现代农业产业技术体系四川道地药材创新团队项目(SCCXTD-2023-19);

文章来源:顾忆,张婷,张朝文,等.LGG@LPM微球的制备及其对溃疡性结肠炎小鼠的防治作用[J].食品科学,2024,45(15):127-138.